[发明专利]成年新西兰大白兔脑室出血模型的建立方法

说明书

技术领域

本发明涉及动物脑室出血模型的建立方法，具体而言，涉及成年新西兰大白兔脑室内出血模型的建立方法。

背景技术

在过去二三十年里，脑出血的死亡率及后期功能恢复无明显改观。该疾病具有很高的死亡率(30％)及致残率。国外文献报道脑室出血约占脑出血的30％-50％。在脑出血患者中出现脑室内血肿通常是提示预后欠佳的独立因素。许多文献相继报道了脑室出血在预测预后及脑积水的发生发展中的重要作用。

目前，一些概念研究、Meta分析及前期药物动力学研究提供的少量证据支持以下观点：如果脑室出血，这一影响疾病预后的重要因素，得到很好的解决，则能降低致死率及致残率。如果想要在全世界范围使得脑出血的生存率及长期预后得到改善，我们需要更加了解清楚脑室内出血引起的病理生理改变，从而找到更有效的脑室内血肿的临床治疗方法。脑出血及脑室内出血的动物模型研究仍是目前研究的重点，参照过去文献，目前动物实验常用的动物模型包括大鼠、兔、猪、犬、猴、狒狒等，出血模型的制作方法也有多种。其中以脑室内直接注血法为简便、成功率较高。通过各种动物模型对比，实验采用家兔作为实验动物模型，在于其体型适中，可控制性好，且家兔脑体积大小适中，脑室穿刺成功率高，同时家兔价格便宜，适宜大宗样本研究。

发明内容

本研究目的是通过简便有效的脑室直接穿刺注射自体动脉血的方法，建立稳定有效、不同病理等级且存活率高的成年新西兰大白兔脑室出血模型。以提供对脑室出血病理生理改变及干预措施的实验研究模型。

1、本发明提供的成年新西兰大白兔脑室出血模型的建立方法包括以下步骤：

(1)成年新西兰大白兔予腹腔注射10％水合氯醛(500mg/kg)麻醉满意后，头部稍固定，兔下额垫软物，兔头保持正中矢状位固定。

(2)于兔头顶正中切开皮肤3cm弯血管钳夹住切口面侧皮肤，暴露颅骨缝，纱布分离骨膜，选取冠状缝右侧，旁开中线4mm处为穿刺点：

(3)以自制穿刺套针(直径0.9mm)直接锥颅穿刺，感落空感后，缓慢进针约4-6mm，拔出内芯，见脑脊液自针管流出，说明脑室穿刺成功；

(4)注射器直接与兔耳正中动脉抽不同量未抗凝血，并于2-3min分次内由穿刺通道注入，每次注血间隔2min，注入完毕后，缓慢插入针芯，留针15min，防止针道反流；

(5)注血完毕后拔除穿刺针，缝合头皮，解除麻醉。

步骤(1)水合氯醛麻醉后，家兔无需行器官插管，术后可顺利复苏，并存活；

步骤(3)中性脑室穿刺无需先行颅骨钻孔，直接使用自制穿刺套针穿刺，套针表面自带或不带螺纹，穿刺成功后，无需另行固定。

步骤(4)中所示注血量根据成年人脑室出血不同分级建立：a.一侧脑室内少量积血，注血量0.2mL；b.一侧脑室内大量积血，注血量0.5mL；c.双侧脑室内出血一侧大量，另一侧稍少，注血量1.0mL；d.双侧脑室、内大量积血，注血量1.0mL；e.双侧脑室、三脑室、四脑室内积血伴脑室扩大，注血量1.5mL；f.脑室系统内大量积血，伴明显脑室扩大，且家兔建模后24小时内死亡率，注血量2.0mL。

实验所用新西兰大白兔年龄3-4月，体重约2.5-3Kg。

使用本发明提供的穿刺及注血方法，建立的不同出血量等级的脑室出血模型简便可行，稳定可靠，且家兔死亡率低。

附图说明

图1为自制家兔脑室穿刺针示意图，可直接由穿刺点锥颅，穿入脑组织后，拔出针芯可见脑脊液流出：

图2为穿刺成功后注血示意图，根据脑室积血量的不同大小选择注血量，分次缓慢注血，注血完后放入针芯，留针15分钟；

图3为建模成功后不同脑室积血量的脑冠状位切片图，不同注血量可致不同等级脑室出血。

具体实施方式

实验所用新西兰大白兔雌雄皆有，约3-4月，体重在2.5-3Kg之间，由四川大学动物实验中心提供，实验进行前于动物实验中心喂养2周；动物实验室由动物实验中心提供，普通级环境。实验室温度18-28℃，相对湿度：60-70％，机械送排风，照度150-300Lux，照明时间12h/24h。笼架提前消毒，单笼饲养。每日上下午加料，加水。饲料为普通家兔饲料，水源为市政管线自来水，由四川大学动物实验中心提供。所用试剂：10％水合氯醛溶液，厂家：重庆泰佰健康坊，规格100mL1瓶。

成年新西兰大白兔脑室出血模型的建立方法如下：